Nature | 核小体构象变化与异染色质相分离

撰文 | 十一月

责编 | YQ

异染色质影响基因组功能的多种方面，比如控制基因表达、维持染色体完整性以及提供细胞核的机械硬度等等【1,2】，而这些功能都涉及到了染色质的压缩（Compaction）。异染色质中最主要的一类是由组蛋白H3第九位赖氨酸甲基化（H3K9me）修饰的异染色质。H3K9me招募HP1（Heterochromatin protein 1）蛋白，对染色质进行压缩形成异染色质区域。已有一些报道表明，HP1是通过形成相变凝聚物（Condensates）来压缩染色质【3,4】，早前还有来自清华大学李丕龙课题组与李海涛课题组合作在Molecular Cell上发表的文章表明，H3K9me3修饰与识别其修饰的HP1染色质结构域Chromodomain(CD)的多价态相互作用可导致异染色质的形成，提出了组蛋白标记通过促进LLPS来调节染色体区室化的一般机制（Molecular Cell | 李丕龙/李海涛合作报道组蛋白修饰通过促成相分离来调节染色质区室化的新机制）。但是HP1介导的相分离是如何调控染色质压缩这其中具体机制还很不清楚。

2019年10月17日，加州大学旧金山分校的J. D. Gross与G. J. Narlikar研究组在Nature合作发文，题为HP1 reshapes nucleosome core to promote heterochromatin phase separation，对裂殖酵母的HP1蛋白Swi6调控异染色质形成的机制进行了深度研究。

裂殖酵母的HP1蛋白Swi6具有两个结构域，分别是结合H3K9me标记的chromodomain（CD）结构域以及促进HP1蛋白形成二聚体的chromoshadow domain（CSD）【5,6】（图1左）。

图1 裂殖酵母HP1蛋白的结构域（左）以及与核小体结合（右）示意图

先前的研究发现，四分子Swi6会结合在单独的H3K9me标记的核小体（四个分子的Swi6可以结合在一个含有H3K9me修饰的核小体上），作者前期的研究也发现，两个核小体至少会结合7个Swi6分子【7】。为了探究Swi6是如何结合在单个核小体上，作者们进行了交联质谱（Cross-linking mass spectrometry）。与哺乳动物中的HP1蛋白与H3αN螺旋相互作用不同的是【8】，Swi6则是与H2B中的α1-螺旋相互作用（图1右）。在Swi6结合的状态下，H3-H3以及H4-H4之间会出现新的交联而且这些组蛋白内部的交联距离并不是标准距离。这说明Swi6的结合会影响经典的组蛋白八聚的构象。

为了直接检测Swi6对于核小体构象的影响，作者们进一步使用氢氘交换质谱(Hydrogen deuterium exchange mass spectrometry, HDX-MS)【9】进行检测。作者们惊奇地发现，Swi6的结合并不会像直觉想象的由于HP1蛋白压缩染色质因此会降低单一核小体的溶液可及性，反而在H3和H4的区域会显著地招募氘的进入。这些结果说明包埋的组蛋白残基在Swi6结合之后发生了广泛的构象改变。并且作者们进一步通过实验证明了Swi6通过CD结构域结合H3K9me3修饰、Hinge结构域结合的核小体DNA、CSD二聚体结合H2B α1螺旋来疏松组蛋白-组蛋白以及组蛋白-DNA之间的相互作用，从而使得埋入核小体的组蛋白氨基酸残基能够暴露（图1右）。

而通过体外实验，作者们发现Swi6对于核小体构象的改变依赖于H3K9me标记。在显微镜下，作者们发现Swi6在DNA存在的情况下能够形成相分离的凝聚物，这与前人的报道是一致的【3】，并且通过荧光漂白、融合实验等证明Swi6与nucleosome assay在体外形成了相分离的液滴。不仅如此，作者们也发现HP1介导了细胞中异染色质聚集点（Heterochromatin foci）的形成【4】。为了进一步在体内探究Swi6对异染色质的压缩与其相分离能力的相互关系，作者们使用了两个Swi6的突变体进行实验，这两个突变体一个能够破坏Swi6二聚化，另外一个是Swi6基因沉默突变体，能够阻止Swi6进一步形成更高阶的多聚物【5,10】。作者们发现这些突变体在促进核小体构象变化的能力方面受到影响。破坏其形成二聚体的突变体完全不能形成相分离的凝聚物而阻止Swi6形成更高阶多聚物的突变体虽然不会抑制其在体外形成相分离凝聚物的能力，但是其形成的液滴形状不规则，说明形成的液滴表面张力较低而且该系统的稳定性下降。因此，Swi6-异染色质凝聚物的形成依赖于Swi6多聚化的能力以及促进核小体构象改变的能力。

图2 Swi6通过改变核小体构象介导的相分离压缩异染色质形成

总的来说，Gross与Narlikar研究组发现HP1介导染色质发生相分离，而且需要HP1多聚化促进核小体构象改变，才能够促进异染色质的压缩。同时该模型也提供了一种可能性即组蛋白修饰和组蛋白变体可能是直接通过改变组蛋白八聚体的构象来影响染色质的压缩。未来的研究可能会进一步地揭示核小体可塑性与相分离调控染色质组织的具体分子机制。

制版人：珂

2. Allshire, R. C. & Madhani, H. D. Ten principles of heterochromatin formation and function. Nat Rev Mol Cell Bio 19, 229-244, doi:10.1038/nrm.2017.119 (2018).

3. Larson, A. G. et al. Liquid droplet formation by HP1 alpha suggests a role for phase separation in heterochromatin. Nature 547, 236-+, doi:10.1038/nature22822 (2017).

4. Strom, A. R. et al. Phase separation drives heterochromatin domain formation. Nature 547, 241-+, doi:10.1038/nature22989 (2017).

5. Canzio, D. et al. A conformational switch in HP1 releases auto-inhibition to drive heterochromatin assembly. Nature 496, 377-+, doi:10.1038/nature12032 (2013).

6. Eissenberg, J. C. & Elgin, S. C. HP1a: a structural chromosomal protein regulating transcription. Trends in genetics : TIG 30, 103-110, doi:10.1016/j.tig.2014.01.002 (2014).

7. Canzio, D. et al. Chromodomain-Mediated Oligomerization of HP1 Suggests a Nucleosome-Bridging Mechanism for Heterochromatin Assembly. Mol Cell 41, 67-81, doi:10.1016/j.molcel.2010.12.016 (2011).

8. Isaac, R. S. et al. Biochemical Basis for Distinct Roles of the Heterochromatin Proteins Swi6 and Chp2. Journal of molecular biology 429, 3666-3677, doi:10.1016/j.jmb.2017.09.012 (2017).

9. Hoofnagle, A. N., Resing, K. A. & Ahn, N. G. Protein analysis by hydrogen exchange mass spectrometry. Annual review of biophysics and biomolecular structure 32, 1-25, doi:10.1146/annurev.biophys.32.110601.142417 (2003).

10. Haldar, S., Saini, A., Nanda, J. S., Saini, S. & Singh, J. Role of Swi6/HP1 self-association-mediated recruitment of Clr4/Suv39 in establishment and maintenance of heterochromatin in fission yeast. The Journal of biological chemistry 286, 9308-9320, doi:10.1074/jbc.M110.143198 (2011).